Kỹ Thuật Nuôi, Tin tức

Phần 1: Ảnh Hưởng Của Điều Kiện Ánh Sáng Đến Hiệu Suất Tăng Trưởng Và Thành Phần Sinh Hóa Của Cua Bùn Cái Sau Khi Giao Phối (Scylla paramamosain)

Tóm tắt

Việc xác định các yếu tố ảnh hưởng đến hiệu suất sinh sản của cua bùn (Scylla paramamosain) là cần thiết nhằm tối ưu hóa điều kiện nuôi dưỡng. Một số nghiên cứu cho thấy môi trường bóng tối hoàn toàn có thể thúc đẩy và rút ngắn quá trình sinh sản ở các loài giáp xác mười chân cái, tuy nhiên điều kiện này đôi khi lại làm suy giảm chất lượng ấu trùng. Do đó, nghiên cứu này được tiến hành nhằm làm rõ tác động của các chế độ chiếu sáng khác nhau đối với cua cái S. paramamosain trong giai đoạn sau giao phối. Trong nghiên cứu, các chỉ tiêu về thành phần sinh hóa, bao gồm hàm lượng carotenoid tổng số, axit amin và cấu hình axit béo, được phân tích ở cua cái nuôi trong hai điều kiện ánh sáng: bóng tối hoàn toàn (0 ± 0 lx; 0 giờ sáng:24 giờ tối) và điều kiện ánh sáng thông thường (7,00 ± 1,50 lx; 12 giờ sáng:12 giờ tối), vốn phổ biến tại các trại giống S. paramamosain. Bên cạnh đó, các chỉ số sinh trưởng như tỷ lệ tăng trọng (WGR), tốc độ tăng trưởng riêng (SGR), chỉ số sinh dục (GSI) và chỉ số gan tụy (HSI) cũng được đánh giá. Kết quả cho thấy các chế độ chiếu sáng khác nhau có ảnh hưởng đáng kể đến hàm lượng carotenoid, protein, axit amin và axit béo, trong khi không tác động rõ rệt đến các chỉ tiêu sinh trưởng. Cua cái được nuôi trong điều kiện bóng tối hoàn toàn có hàm lượng protein và axit amin trong cơ thấp hơn so với nhóm nuôi dưới ánh sáng thông thường. Đồng thời, môi trường tối hoàn toàn cũng làm giảm hàm lượng protein và carotenoid trong buồng trứng. Sự biến đổi về thành phần axit béo cũng khác biệt giữa hai điều kiện chiếu sáng. Những kết quả này cho thấy sự suy giảm carotenoid và protein trong buồng trứng dưới điều kiện bóng tối hoàn toàn có thể là các yếu tố hạn chế tiềm năng, ảnh hưởng tiêu cực đến hiệu suất sinh sản của cua cái S. paramamosain sau giao phối.

1. Giới thiệu

Cua bùn thuộc chi Scylla, được coi là thực phẩm xa xỉ vì có kích thước lớn, hương vị thịt và kết cấu của chúng. Chi Scylla bao gồm bốn loài: Scylla paramamosain, S. olivacea, S. serrata và S. tranquebarica (Quy và cộng sự, 2018) và phân bố rộng rãi ở các vùng Ấn Độ Dương – Thái Bình Dương nhiệt đới và cận nhiệt đới (Azra và Ikhwanuddin, 2016). S. paramamosain phân bố chủ yếu ở vùng ven biển đông nam Trung Quốc (Wang và cộng sự, 2005; Wu và cộng sự, 2019). Loài này được coi là loài quan trọng về mặt kinh tế và sinh thái, và việc nuôi loài này đang ngày càng tăng để đáp ứng nhu cầu cao của thị trường (Shi và cộng sự, 2019a, 2019b). Tại Trung Quốc, nghề nuôi cua bùn đang phát triển nhanh chóng và sản lượng nuôi trồng thủy sản đạt 138 nghìn tấn mỗi năm (Li và cộng sự, 2018).

Các yếu tố môi trường bên ngoài như quang kỳ, cường độ ánh sáng (Bembe và cộng sự, 2017, 2018), nhiệt độ nước (Bembe và cộng sự, 2017; Kim và cộng sự, 2010; Zeng, 2007), màu sắc bể nuôi (Rabbani và Zeng, 2005; Shi và cộng sự, 2019a, 2019b), chế độ dinh dưỡng (Azra và Ikhwanuddin, 2016), tỷ lệ giới tính và mật độ thả nuôi (Waiho và cộng sự, 2015) có ảnh hưởng đáng kể đến tốc độ tăng trưởng, thành phần sinh hóa cơ thể và hiệu quả sinh sản của cua. Trong đó, quang kỳ và cường độ ánh sáng đóng vai trò đặc biệt quan trọng, tác động đến quá trình sinh trưởng và phát triển, hiện tượng ăn thịt đồng loại, tỷ lệ sống (Andres và cộng sự, 2010), tần suất lột xác (Li và cộng sự, 2011), chuyển hóa năng lượng và thành phần sinh hóa (Chitto và cộng sự, 2009; Li và cộng sự, 2020), cũng như sự phát triển của tuyến sinh dục (Kim và cộng sự, 2010) và tốc độ sinh sản (Bembe và cộng sự, 2017, 2018). Do đó, việc điều chỉnh hợp lý quang kỳ và cường độ ánh sáng được xem là một giải pháp kỹ thuật hiệu quả nhằm nâng cao khả năng sinh trưởng và hiệu suất sinh sản của cua (Bembe và cộng sự, 2017, 2018; Chitto và cộng sự, 2009).

Phản ứng với các chế độ cường độ ánh sáng và quang kỳ khác nhau phụ thuộc vào giai đoạn sống và nhu cầu ánh sáng của loài (Farhadi và Harlıoglu, 2019b; Harlıoglu và Farhadi, 2017). Ví dụ, ghẹ xanh Portunus pelagicus (Andrïes và cộng sự, 2010), tôm hùm gai Nhật Bản Panulirus japonicus (Matsuda và cộng sự, 2012), cua huỳnh đế Ranina ranina (Minagawa, 1994), tôm hùm đá Jasus edwardsii (Bermudes và Ritar, 2008), và tôm càng nước ngọt Pontastacus leptodactylus (Ulikowski và Krzywosz, 2004) đòi hỏi tăng cường độ ánh sáng và chu kỳ quang học nhiều hơn để tồn tại và phát triển nhanh hơn. Tuy nhiên, P. leptodactylus trưởng thành (Harlıoglu và Duran, 2010), cua xanh Đại Tây Dương Callinectes sapidus (Bembe và cộng sự, 2017), Procambarus llamasi (Carmona-Osalde và cộng sự, 2002) và tôm bạc thẻ Penaeus merguiensis (Hoang và cộng sự, 2002a, 2002b,2002c) có tỷ lệ sinh sản cao hơn trong bóng tối hoàn toàn. P. leptodactylus trưởng thành có tốc độ tăng trưởng lớn hơn ở quang kỳ ngắn hơn (Farhadi và Jensen, 2016), trong khi P. leptodactylus non phát triển nhanh hơn trong chế độ quang kỳ dài hơn (U  likowski và Krzywosz, 2004).

Cường độ ánh sáng và quang kỳ cũng ảnh hưởng đến thành phần sinh hóa cơ thể của giáp xác (Li và cộng sự, 2020). Ví dụ, P. leptodactylus được nuôi cấy dưới ánh sáng liên tục có hàm lượng protein, lipid và axit béo không bão hòa đơn (MUFA) cao hơn, nhưng hàm lượng axit béo không bão hòa đa (PUFA), serine, n-6, 20:4 (n-6) và 20:2 trong gan tụy ít hơn so với các chế độ chiếu sáng khác (Farhadi và Harlıoglu, 2019b; Farhadi và Jensen, 2016). Lipid, PUFA, carotenoid, protein và axit amin có vai trò quan trọng trong hiệu suất sinh sản của cua bùn (Scylla spp.) (Azra và Ikhwanuddin, 2016; Ghazali và cộng sự, 2017). Lipid và các axit béo không no đa nối đôi (PUFA) đóng vai trò cung cấp năng lượng, sterol, phospholipid và các vitamin tan trong chất béo cần thiết cho sự phát triển tuyến sinh dục và quá trình hình thành noãn hoàng, đồng thời là nguồn năng lượng hữu cơ quan trọng cho sự phát triển của trứng và phôi (Alava và cộng sự, 2007b; Harlıoglu & Farhadi, 2017). Protein và các axit amin giữ vai trò thiết yếu trong các quá trình sinh sản, thụ tinh và phát triển phôi ở động vật giáp xác. Carotenoid là các hợp chất có khả năng chống oxy hóa mạnh, giúp ngăn ngừa sự oxy hóa của trứng và hạn chế quá trình peroxy hóa PUFA. Bên cạnh đó, thành phần sinh hóa của cua cũng có ý nghĩa quan trọng đối với giá trị dinh dưỡng khi được sử dụng làm thực phẩm cho con người. Trong đó, cơ, gan tụy và tuyến sinh dục là những bộ phận chính được tiêu thụ, với hương vị đặc trưng được đa số người tiêu dùng ưa chuộng (Shao và cộng sự, 2013).

Trong quá trình giao phối, tinh trùng được con đực chuyển đến con cái. Ở giáp xác 10 chân, quá trình thụ tinh và sinh sản không diễn ra ngay sau khi giao phối vì con cái lưu trữ tinh trùng trong một thời gian (Niksirat và cộng sự, 2014; Yazicioglu và cộng sự, 2018), giai đoạn này được gọi là giai đoạn sau giao phối (Farhadi và Harlıoglu, 2019a). Thời gian của giai đoạn sau giao phối thay đổi từ vài giờ đến vài năm và phụ thuộc vào sinh học sinh sản, loại túi chứa tinh của con cái (tức là loại thelycum hoặc spermathecae) ​​và các yếu tố môi trường (tức là nhiệt độ nước) (Niksirat và cộng sự, 2016, 2015). Tuy nhiên, tác động của điều kiện ánh sáng vẫn chưa được nghiên cứu kỹ lưỡng trong giai đoạn sau giao phối.

Mặc dù có báo cáo rằng bóng tối hoàn toàn có thể làm tăng tỷ lệ sinh sản và đẩy nhanh quá trình sinh sản (Bembe và cộng sự, 2017; Carmona-Osalde và cộng sự, 2002; Harlıoglu và Duran, 2010), đôi khi nó có thể dẫn đến chất lượng ấu trùng kém (Bembe và cộng sự, 2017). Do đó, việc đo lường các thành phần gần đúng và sinh hóa có thể giúp hiểu rõ hơn về tác động của điều kiện ánh sáng đến tình trạng sinh lý của cá bố mẹ cái. Do đó, nghiên cứu này được thực hiện để so sánh tác động của bóng tối hoàn toàn (0 ± 0 lx; ​​0 giờ sáng: 24 giờ tối) và điều kiện ánh sáng bình thường (7,00 ± 1,50 lx; ​​12 giờ sáng: 12 giờ tối) đối với hiệu suất tăng trưởng và thành phần sinh hóa của S. paramamosain cái trong giai đoạn sau khi giao phối.

2. Vật liệu và phương pháp

2.1. Động vật thí nghiệm

Nghiên cứu này được thực hiện theo các nguyên tắc của Hướng dẫn của Ủy ban Đạo đức Chăm sóc và Sử dụng Động vật của Viện Đại học Shantou. S. paramamosain cái sau khi giao phối (n = 30; trọng lượng trung bình 174,8 ± 31,5 g) được lấy từ một trang trại nuôi cua ở thành phố Triều Châu, tỉnh Quảng Đông, Trung Quốc. Kiểm tra bằng kính hiển vi các ống dẫn tinh (nơi chứa tinh dịch) của con cái xác nhận rằng những con cua đã giao phối (có tinh trùng trong ống dẫn tinh).

2.2.Thiết kế thử nghiệm

Cua được chuyển từ bể chứa 1000 L, cân và phân phối ngẫu nhiên vào 30 hộp nuôi cua bằng nhựa 30 L (mỗi hộp có 1 cá thể). Cua được thích nghi với điều kiện nuôi trong 1 tuần. Cua được nuôi trong hai điều kiện ánh sáng khác nhau: bóng tối hoàn toàn (0 ± 0 lx; ​​0 giờ sáng: 24 giờ tối; trọng lượng trung bình của cua: 177,6 ± 27,8 g; N = 15) và điều kiện ánh sáng bình thường trong trại giống S. paramamosain (7,00 ± 1,50 lx; ​​12 giờ sáng: 12 giờ tối; trọng lượng trung bình của cua: 172,0 ± 19,5 g; N = 15) trong 1 tháng. Đối với nhóm bóng tối hoàn toàn, ánh sáng bên ngoài được loại trừ khỏi các hộp bằng tấm polyvinyl đen dày. Cường độ ánh sáng được đo bằng máy đo lux kỹ thuật số (Cảm biến thông minh AS803, Trung Quốc). Cua được cho ăn một lần mỗi ngày (10% khối lượng cơ thể) lúc 17:00 h với chế độ ăn tự nhiên (Potamocorbula rubromuscula). Chế độ ăn được thả vào hộp nuôi cua qua lỗ cho ăn. Tổng thời gian cho ăn ít hơn 10 giây để giảm thiểu khả năng cường độ ánh sáng trong quá trình cho ăn. Trong quá trình nuôi thử nghiệm, độ sâu của nước trong các hộp được giữ ở mức 15 cm. Nhiệt độ nước, độ mặn, pH, nitơ amoniac, nitrit và oxy hòa tan lần lượt dao động từ 21,0–24,0℃, 12–15 ppt, 7,4–81, < 0,5 mg/ L, < 0,1 mg/ L, và > 3 mg/ L. Không quan sát thấy cua chết trong quá trình thử nghiệm ở bất kỳ nghiệm thức nào. Tất cả cua thí nghiệm đều ở giai đoạn giữa quá trình lột xác.

2.3. Biến số sinh trưởng và sinh sản

Vào cuối thí nghiệm, cua bị bỏ đói trong 24 giờ trước khi lấy mẫu. Cua trong mỗi nghiệm thức được gây mê trong 5 phút trên đá và cân để xác định tốc độ tăng trưởng (tỷ lệ tăng trọng, WGR; tốc độ tăng trưởng riêng, SGR; chỉ số sinh dục GSI; chỉ số gan, HSI). Cơ, gan tụy và buồng trứng của cua được mổ bằng dao mổ đã được làm sạch trước và kéo phẫu thuật. Trọng lượng cơ thể, gan tụy và buồng trứng được đo bằng cân kỹ thuật số chính xác đến 0,1 g. Sau đó, các mô đã mổ (buồng trứng, gan tụy và cơ) được bảo quản ở nhiệt độ −80℃ để phân tích thêm. WGR, SGR, GSI và HSI trong mỗi nghiệm thức được tính theo (Farhadi và Harlıoglu, 2019c).

2.4. Phân tích thành phần cơ thể

Hàm lượng protein thô, lipid thô, độ ẩm và tro được xác định theo ba lần theo phương pháp AOAC (1995). Tóm lại, độ ẩm được xác định bằng cách sấy mẫu trong lò đến khối lượng không đổi ở 105℃. Protein thô được xác định bằng phương pháp Kjeldahl với máy phân tích hệ thống mẫu tự động Kjeltec 1035 (Tecator, Thụy Điển) sau khi tiêu hóa bằng axit trong máy tiêu hóa Tecator 2020 (Tecator, Thụy Điển). Lipid thô được đo bằng phương pháp chiết xuất ete và hàm lượng tro được phân tích bằng lò nung ở 550℃ trong 8 giờ.

2.5. Chiết xuất carotenoid và xác định hàm lượng carotenoid tổng số tương đối (RTCC)

Các mẫu được sấy khô trong máy sấy đông lạnh chân không và sau đó nghiền thành bột mịn bằng cối và chày. Carotenoid được chiết xuất theo phương pháp được mô tả bởi (Wu và cộng sự, 2020, 2019). Các mẫu đồng nhất 0,3 g được thêm 3 mL acetone và lắc ở tốc độ 200 vòng/phút trong 1 giờ trong bóng tối ở nhiệt độ phòng. Chiết xuất được ly tâm ở tốc độ 5000 vòng/phút trong 5 phút và sau đó phần chất lỏng trong được quét trong máy quang phổ ghi UV-vis (UV2501PC, Nhật Bản) từ 400 đến 700 nm. Độ hấp thụ được đọc ở 480 nm để xác định hàm lượng carotenoid tổng số tương đối (RTCC).

2.6. Phân tích axit amin

Các axit amin được phân tích bằng máy phân tích axit amin tự động S-433D (Sykam, Eresing, Đức) theo các quy trình đã mô tả trước đây (Wu và cộng sự, 2019). Các mẫu đồng nhất đầu tiên được thủy phân trong dung dịch HCl 6,0 M ở 110℃ trong 24 giờ trong môi trường nitơ. Hàm lượng tryptophan được phân tích riêng biệt và quá trình xử lý từng phương pháp được thực hiện thông qua phương pháp thủy phân kiềm theo (Wu và cộng sự, 2020). Nhận dạng và số lượng axit amin được đánh giá bằng cách tham khảo thời gian lưu và diện tích đỉnh của các axit amin chuẩn (Sigma-Aldrich, St.Louis. MO, Hoa Kỳ).

2.7.Chiết xuất lipid và phân tích axit béo

Các lipid được chiết xuất bằng cloroform/methanol (V/V, 2:1) chứa 0,01% hydroxytoluene butylated (BHT) làm chất chống oxy hóa theo các quy trình được mô tả bởi (Wu và cộng sự, 2020, 2019). Sau đó, metyl este của axit béo (FAME) được điều chế bằng cách chuyển este hóa với bo trifluoride etherat (khoảng 48%, Acros Organics, Waltham, MA, Hoa Kỳ). Dung dịch FAME được tiêm vào sắc ký khí GC-17A được trang bị máy lấy mẫu tự động và máy dò flameionization (Shimadzu, Kyoto, Nhật Bản). Các axit béo riêng lẻ được xác định bằng cách so sánh với các hỗn hợp chuẩn bên ngoài được phân tích bằng cùng điều kiện. Định lượng axit béo được tiến hành bằng cách sử dụng trạm làm việc GC CLASS-GC10 (Shimadzu, Kyoto, Nhật Bản).

2.8. Phân tích thống kê

Tất cả dữ liệu được biểu diễn bằng Giá trị trung bình ± Độ lệch chuẩn (SD), và SPSS phiên bản 21.0 (Chicago, Ill., Hoa Kỳ) được sử dụng để phân tích thống kê dữ liệu thực nghiệm. Tính chuẩn và tính đồng phương sai của dữ liệu được đánh giá lần lượt bằng phép kiểm định Kolmogorov-Smirnov và Levene. Dữ liệu tỷ lệ được chuẩn hóa bằng phép biến đổi arcsin căn bậc hai. Kiểm định t- test mẫu độc lập được sử dụng để phát hiện sự khác biệt về các thông số tăng trưởng, thành phần cơ thể, axit amin, axit béo và nồng độ carotenoid giữa hai nhóm. Mức độ ý nghĩa cho tất cả các phân tích được đặt ở mức P < 0,05.

..Còn tiếp…

Theo Ardavan Farhadi, Zhi Huang, Bixun Qiu, Mhd Ikhwanuddin, Hongyu Ma

Nguồn: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2352513421002234

Biên dịch: Nguyễn Thị Quyên – Bình Minh Capital

Đọc thêm:

You cannot copy content of this page